Cycle cellulaire et développement

LIONEL PINTARD

L’équipe Cycle Cellulaire et Développement vise à acquérir de nouvelles connaissances pour décrypter la façon dont les cellules se divisent afin de mieux comprendre les mécanismes du cancer, une maladie résultant d’une division cellulaire incontrôlée.

L’équipe utilise principalement le nématode C. elegans comme système modèle et emploie une approche multidisciplinaire combinant diverses approches (biochimie, génétique, imagerie, protéomique) permettant de poser des questions à différentes échelles, de la molécule à l’organisme. Les mécanismes de régulation de la division cellulaire étant conservés entre les espèces, l’équipe étudie les paradigmes émergeant de C. elegans dans les cellules humaines.

Mots clés: Division cellulaire – Mitose – Méiose – Kinases – Rupture de l’enveloppe nucléaire – Enzymes de coupure des Microtubules – Katanin 

+33 (0)157278089     lionel.pintard(at)ijm.fr     @LabPintard  https://sites.google.com/site/pintardlab/

NOTRE VISION

Acquérir de nouvelles connaissances pour décrypter la façon dont les cellules se divisent afin de mieux comprendre les mécanismes du cancer, une maladie résultant d’une division cellulaire incontrôlée.

CONTEXTE

Les êtres humains sont constitués d’environ 10^13 cellules correspondant à 200 types cellulaires différents. Toutes ces cellules sont générées par divisions cellulaires, à partir d’une seule cellule, l’ovocyte fécondé. Pour générer ce grand nombre de cellules et maintenir l’homéostasie des tissus, le corps humain subit jusqu’à 10^16 divisions cellulaires au cours d’une vie. Lors de chaque division cellulaire, le génome doit être reproduit fidèlement et séparé de manière égale entre les cellules filles pendant la mitose. Des défauts dans ces processus peuvent avoir des conséquences dramatiques, pouvant conduire à une croissance dérégulée, typique du cancer. Malgré des progrès considérables réalisés au cours des dernières décennies, les mécanismes qui régulent la division cellulaire sont encore mal compris, en particulier au cours du développement. Ce manque de connaissances a considérablement limité le développement d’approches thérapeutiques innovantes.

PROGRAMME DE RECHERCHE

Mécanismes qui contrôlent l’entrée en mitose dans l’espace et le temps

L’entrée en mitose doit être étroitement coordonné avec la réplication de l’ADN afin de préserver l’intégrité du génome. Une entrée en mitose non programmée peut conduire à une instabilité génétique. L’entrée en mitose est contrôlée par des sérine/thréonine kinases (Aurora A, Polo-like kinase, Plk1) conservées au cours de l’évolution, ainsi que par des phosphatases (PPases). La manière dont ces activités kinases sont régulées dans l’espace et le temps, et la façon dont elles coordonnent leur activité pour déclencher l’entrée en mitose au bon moment restent mal défini.

o Mécanisme d’activation des kinases mitotiques (Aurora A, Polo-like kinase)

o Rôle des kinases mitotiques dans la rupture de l’enveloppe nucléaire (NEBD)

o Rôle et régulation des kinases mitotiques dans les divisions cellulaires asynchrones

Figure 1: L’axe Bora-Aurora A-Plk1 et son rôle lors de l’entrée en mitose

 

La transition méiose-mitose : rôle et régulation de la Katanine

Les microtubules (MT) sont des polymères dynamiques du cytosquelette, qui jouent un rôle central dans la division cellulaire. La plupart des protéines régulatrices des MT interagissent avec l’extrémité plus ou moins des microtubules et contrôlent ainsi leur taux de polymérisation et de dépolymérisation. Une autre classe de régulateurs coupe les MT contrôlant ainsi leur taille dans la cellule. Trois enzymes conservées au cours de l’évolution capables de couper les MT ont été identifiées : Fidgetin, Spastin et Katanin. La mutation de ces enzymes est associée à divers défauts et pathologies, notamment des troubles du développement et des troubles neurodégénératifs. En outre, ces enzymes sont directement impliquées sans la division cellulaire. Cependant, le mécanisme moléculaire par lesquel ces enzymes coupent les MT reste mal compris. De même, les mécanismes mis en jeu pour contrôler l’activité de coupure dans l’espace et dans le temps restent à découvrir. Nous nous concentrons actuellement sur le décryptage du mode d’action et de la régulation de la Katanine, qui est essentielle pour l’assemblage du fuseau méiotique femelle chez C. elegans.

o Rôle de la coupure des MT dans l’assemblage du fuseau méiotique

o Mécanisme par lequel la Katanine coupe les MT

o Régulation de l’activité Katanine dans l’espace et le temps pendant le développement

Figure 2: Role and regulation de la Katanin lors du développement de C. elegans (From Joly et al. JCB 2020).

 

Les ubiquitine-ligases Cullin-RING E3-Ligases dans la division cellulaire

Les ubiquitine-ligases nucléés par les cullines (CRL pour Cullin-RING E3-ligases) représentent la plus grande famille d’ubiquitine-ligases ciblant la dégradation des principaux régulateurs du cycle cellulaire dans l’espace et le temps, contribuant ainsi à la progression ordonnée du cycle de division cellulaire. Nous cherchons à comprendre comment ces enzymes régulent la progression du cycle cellulaire dans un contexte de développement.

o CRL dans la régulation de la voie Bora-Aurora-Plk1

o CRL dans la régulation de l’activité de la Katanine

o CRL dans le maintien de l’intégrité de la réplication de l’ADN

 

APPROCHES

Nous utilisons une approche multidisciplinaire comprenant la biochimie (reconstitution d’activités enzymatiques à partir de composants purifiés pour disséquer les mécanismes moléculaires), la génétique, l’imagerie des cellules vivantes, les approches protéomiques utilisant à la fois des cellules humaines et le nématode C. elegans. Les mécanismes de régulation de la division cellulaire sont conservés entre les espèces, de sorte que le paradigme émergeant de C. elegans peut être immédiatement étudié dans les cellules humaines. En outre, C. elegans offre un certain nombre d’avantages pratiques pour l’étude des voies conservées régulant la division cellulaire (Pintard & Bowerman, Genetics 2019).

Chef⋅fe d’équipe

  • Lionel PINTARD, Chercheur, PINTARD LAB
    01 57 27 80 89, bureau 490B

Membres

  • Szymon CHOMICZEWSKI, Stagiaire d études, PINTARD LAB
  • Nicolas JOLY, Chercheur, PINTARD LAB
    01 57 27 80 92, bureau 483B
  • Philippine ORMANCEY, Ingénieur technicien, PINTARD LAB
    01 57 27 80 92, bureau 483B
  • Batool OSSAREH-NAZARI, Ingénieur technicien, PINTARD LAB
    01 57 27 80 92, bureau 490B
  • Anais PILLAN, Doctorant, PINTARD LAB
    01 57 27 80 92, bureau 483B
  • Ludivine ROUMBO, Doctorant, PINTARD LAB
    01 57 27 80 89, bureau 490B
  • Lola TANNEUR, Stagiaire d études, PINTARD LAB
  • Lucie VAN HOVE, Ingénieur technicien, PINTARD LAB
    01 57 27 80 92, bureau 483B
  • Griselda VELEZ AGUILERA, Chercheur, PINTARD LAB
    01 57 27 80 89, bureau 483B

Pour contacter un membre de l’équipe par mail : prenom.nom@ijm.fr

 

June, 2021 (c) Pintard Lab

From left to right: Anais, Griselda, Batool, Lucie, NicoT, Sylvia, Lionel, Eva, Lola, Anaelle, Emma, NicoJ

Velez-Aguilera, G., Ossareh-Nazari, B., Van Hove, L., Joly, N., and Pintard, L*. (2022). Cortical microtubule pulling forces contribute to the union of the parental genomes in the. Elife Mar 8;11:e75382. doi: 10.7554/eLife.75382.

Tavernier, N., Thomas, Y., Vigneron, S., Maisonneuve, P., Orlicky, S., Mader, P., Regmi, S. G., Van Hove, L., Levinson, N. M., Gasmi-Seabrook, G., Joly, N., Poteau, M., Velez-Aguilera, G., Gavet, O., Castro, A., Dasso, M., Lorca, T., Sicheri, F.*, and Pintard, L*. (2021). Bora phosphorylation substitutes in trans for T-loop phosphorylation in Aurora A to promote mitotic entry. Nat Commun 12, 1899. doi: 10.1038/s41467-021-21922-w

Velez-Aguilera, G., Nkombo Nkoula, S., Ossareh-Nazari, B., Link, J., Paouneskou, D., Van Hove, L., Joly, N., Tavernier, N., Verbavatz, J. M., Jantsch, V., and Pintard, L. (2020). PLK-1 promotes the merger of the parental genome into a single nucleus by triggering lamina disassembly. Elife 9, 9:e59510. doi: 10.7554/eLife.59510.

Joly, N.*, Beaumale, E., Van Hove, L., Martino, L., and Pintard, L*. (2020). Phosphorylation of the microtubule-severing AAA+ enzyme Katanin regulates C. elegans embryo development. J Cell Biol 219, (6):e201912037. doi: 10.1083/jcb.201912037.

Martino, L., Morchoisne-Bolhy, S., Cheerambathur, D. K., Van Hove, L., Dumont, J., Joly, N., Desai, A., Doye, V., and Pintard, L*. (2017). Channel Nucleoporins Recruit PLK-1 to Nuclear Pore Complexes to Direct Nuclear Envelope Breakdown in C. elegans. Dev Cell 43(2):157-171.e7. doi: 10.1016/j.devcel.2017.09.019.

 

* Corresponding authors

Publications

Beaumale, E., Van Hove, L., Pintard, L., & Joly, N. (2024). Microtubule-binding domains in Katanin p80 subunit are essential for severing activity in C. elegans. Journal of Cell Biology, 223(4), e202308023. https://doi.org/10.1083/jcb.202308023
Nkombo Nkoula, S., Velez-Aguilera, G., Ossareh-Nazari, B., Van Hove, L., Ayuso, C., Legros, V., Chevreux, G., Thomas, L., Seydoux, G., Askjaer, P., & Pintard, L. (2023). Mechanisms of nuclear pore complex disassembly by the mitotic Polo-like kinase 1 (PLK-1) in C. elegans embryos. Science Advances, 9(29), eadf7826. https://doi.org/10.1126/sciadv.adf7826
Kouranti, I., Abdel Khalek, W., Mazurkiewicz, S., Loisel-Ferreira, I., Gautreau, A. M., Pintard, L., Jeunemaitre, X., & Clauser, E. (2022). Cullin 3 Exon 9 Deletion in Familial Hyperkalemic Hypertension Impairs Cullin3-Ring-E3 Ligase (CRL3) Dynamic Regulation and Cycling. International Journal of Molecular Sciences, 23(9), 5151. https://doi.org/10.3390/ijms23095151
Velez-Aguilera, G., Ossareh-Nazari, B., Van Hove, L., Joly, N., & Pintard, L. (2022). Cortical microtubule pulling forces contribute to the union of the parental genomes in the Caenorhabditis elegans zygote. ELife, 11, e75382. https://doi.org/10.7554/eLife.75382
Liu, D., Marie, J.-C., Pelletier, A.-L., Song, Z., Ben-Khemis, M., Boudiaf, K., Pintard, C., Leger, T., Terrier, S., Chevreux, G., El-Benna, J., & Dang, P. M.-C. (2022). Protein Kinase CK2 Acts as a Molecular Brake to Control NADPH Oxidase 1 Activation and Colon Inflammation. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology, 13(4), 1073–1093. https://doi.org/10.1016/j.jcmgh.2022.01.003
Knox, J., Joly, N., Linossi, E. M., Carmona-Negrón, J. A., Jura, N., Pintard, L., Zuercher, W., & Roy, P. J. (2021). A survey of the kinome pharmacopeia reveals multiple scaffolds and targets for the development of novel anthelmintics. Scientific Reports, 11(1), 9161. https://doi.org/10.1038/s41598-021-88150-6
Tavernier, N., Thomas, Y., Vigneron, S., Maisonneuve, P., Orlicky, S., Mader, P., Regmi, S. G., Van Hove, L., Levinson, N. M., Gasmi-Seabrook, G., Joly, N., Poteau, M., Velez-Aguilera, G., Gavet, O., Castro, A., Dasso, M., Lorca, T., Sicheri, F., & Pintard, L. (2021). Bora phosphorylation substitutes in trans for T-loop phosphorylation in Aurora A to promote mitotic entry. Nature Communications, 12(1), 1899. https://doi.org/10.1038/s41467-021-21922-w
Velez-Aguilera, G., Nkombo Nkoula, S., Ossareh-Nazari, B., Link, J., Paouneskou, D., Van Hove, L., Joly, N., Tavernier, N., Verbavatz, J.-M., Jantsch, V., & Pintard, L. (2020). PLK-1 promotes the merger of the parental genome into a single nucleus by triggering lamina disassembly. ELife, 9, e59510. https://doi.org/10.7554/eLife.59510
Joly, N., Beaumale, E., Van Hove, L., Martino, L., & Pintard, L. (2020). Phosphorylation of the microtubule-severing AAA+ enzyme Katanin regulates C. elegans embryo development. The Journal of Cell Biology, 219(6), e201912037. https://doi.org/10.1083/jcb.201912037
Gutnik, S., Thomas, Y., Guo, Y., Stoecklin, J., Neagu, A., Pintard, L., Merlet, J., & Ciosk, R. (2018). PRP-19, a conserved pre-mRNA processing factor and E3 ubiquitin ligase, inhibits the nuclear accumulation of GLP-1/Notch intracellular domain. Biology Open, 7(7), bio034066. https://doi.org/10.1242/bio.034066
Vigneron, S., Sundermann, L., Labbé, J.-C., Pintard, L., Radulescu, O., Castro, A., & Lorca, T. (2018). Cyclin A-cdk1-Dependent Phosphorylation of Bora Is the Triggering Factor Promoting Mitotic Entry. Developmental Cell, 45(5), 637-650.e7. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2018.05.005
Martino, L., Morchoisne-Bolhy, S., Cheerambathur, D. K., Van Hove, L., Dumont, J., Joly, N., Desai, A., Doye, V., & Pintard, L. (2017). Channel Nucleoporins Recruit PLK-1 to Nuclear Pore Complexes to Direct Nuclear Envelope Breakdown in C. elegans. Developmental Cell, 43(2), 157-171.e7. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2017.09.019
Dickinson, D. J., Schwager, F., Pintard, L., Gotta, M., & Goldstein, B. (2017). A Single-Cell Biochemistry Approach Reveals PAR Complex Dynamics during Cell Polarization. Developmental Cell, 42(4), 416-434.e11. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2017.07.024
Richarme, G., Liu, C., Mihoub, M., Abdallah, J., Leger, T., Joly, N., Liebart, J.-C., Jurkunas, U. V., Nadal, M., Bouloc, P., Dairou, J., & Lamouri, A. (2017). Guanine glycation repair by DJ-1/Park7 and its bacterial homologs. Science (New York, N.Y.), 357(6347), 208–211. https://doi.org/10.1126/science.aag1095

 

Revues

Pillan, A., Tavernier, N., & Pintard, L. (2022). [The kiss of life: Aurora A embraces the phosphate of its cofactor Bora to trigger mitotic entry]. Medecine Sciences: M/S, 38(4), 345–347. https://doi.org/10.1051/medsci/2022033
Tavernier, N., Sicheri, F., & Pintard, L. (2021). Aurora A kinase activation: Different means to different ends. The Journal of Cell Biology, 220(9), e202106128. https://doi.org/10.1083/jcb.202106128
Pintard, L., & Bowerman, B. (2019). Mitotic Cell Division in Caenorhabditis elegans. Genetics, 211(1), 35–73. https://doi.org/10.1534/genetics.118.301367
Pintard, L., & Archambault, V. (2018). A unified view of spatio-temporal control of mitotic entry: Polo kinase as the key. Open Biology, 8(8), 180114. https://doi.org/10.1098/rsob.180114

 

Chapitre de livre

Velez-Aguilera, G., Ossareh-Nazari, B., & Pintard, L. (2024). Dissecting the Multiple Functions of the Polo-Like Kinase 1 in the C. elegans Zygote. In A. Castro & B. Lacroix (Eds.), Cell Cycle Control: Methods and Protocols (pp. 63–88). Springer US. https://doi.org/10.1007/978-1-0716-3557-5_4

Frank SICHERI (University of Toronto, Canada)

Thierry LORCA (CRBM, Montpellier, France)

Anna CASTRO (CRBM, Montpellier, France)

Olivier GAVET (Institut Gustave Roussy, Paris Villejuif)

Mary DASSO  (NIH, Bethesda USA)

Peter ASKJAER  (CABD, Sevilla, Spain)

Verena JANTSCH  (Max Perutz Labs Vienna, Austria)

Antoine JEGOU  (Institut Jacques Monod, Paris, France)

Guillaume ROMET-LEMONNE  (Institut Jacques Monod, Paris, France)

Denis CHRETIEN (IGDR, Rennes, France)

Julien DUMONT (Institut Jacques Monod, Paris, France)

Valérie DOYE  (Institut Jacques Monod, Paris, France)

Bruce BOWERMAN  (IMB, University of Oregon, USA)

Arshad DESAI  (USCD, San Diego, USA)

Monica GOTTA  (University of Geneva, Switzerland)

ANR AMBRE

ANR REPLIGREAT

ARC

Idex « AAP Dynamique » Université de Paris

Equipe Labellisée Ligue contre le Cancer

Labex « WHO AM I »

Master and PhD students

Our laboratory offers a wide range of interesting and challenging research projects for motivated master or PhD candidates aimed at understanding the mechanisms of cell cycle control during animal development.

We employ a unique combination of genetics, biochemistry, cell biology, live imaging, quantitative proteomics, and functional genomics approaches.

 

PostDoc candidates

We are looking for highly motivated and team-oriented scientists with a strong background in biochemistry, genetics and cell biology.

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Lionel PINTARDUniversité Paris cité, CNRS, Institut Jacques Monod, 15 rue Hélène Brion – 75013 PARIS cedex 13 – France

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