Régulation de la dynamique d’assemblage de l’actine

GUILLAUME ROMET-LEMONNE & ANTOINE JEGOU

Dans les cellules, l’assemblage des filaments d’actine est hautement régulé pour donner naissance à différents réseaux d’actine aux architectures bien contrôlées (cortex, lamellipode, filopode, …). Ces réseaux sont essentiels pour de nombreux processus (motilité, division, endocytose, …).

Un grand nombre de protéines interagissent avec l’actine pour contrôler comment, où et quand les monomères d’actine s’assemblent en filaments. La compréhension de leurs activités biochimiques peut s’avérer très difficile à déchiffrer, en particulier lorsque ces activités dépendent du contexte cellulaire local et des contraintes mécaniques qui s’appliquent à chaque filament formant ces réseaux. Notre objectif est de comprendre les processus élémentaires de la mécanosensibilité de l’actine affectant la dynamique de l’actine et l’action des protéines régulatrices. Pour cela, notre équipe développe des approches expérimentales mélant microfluidique, micropatterning, et pinces optiques, afin de mener des expériences in vitro essentielles pour déchiffrer les réactions moléculaires individuelles qui régulent l’émergence des réseaux d’actine.

Mots-clés : cytosquelette, actine, biochimie, biophysique, mécanosensibilité, réseaux, mécanique

+33 (0)157278013 romet (at) ijm.fr / antoine.jegou (at) ijm.fr @Romet_Jegou_lab www.actindynamics.net

Recherche

L’assemblage des monomères d’ATP-actine en filaments est à la base de la formation du cytosquelette d’actine dans les cellules. L’hydrolyse de l’ATP qui se produit au cours de ce processus s’accompagne d’un changement majeur de la conformation des sous-unités d’actine, donc du filament lui-même. Ces changements ont des conséquences profondes sur la régulation de la cinétique d’assemblage des filaments.
Dans les cellules, l’assemblage de l’actine est régulé par des centaines de protéines de liaison à l’actine (ABP pour Actin Binding Protein), qui peuvent agir ensemble, en synergie, ou sont en compétition. Ces ABPs peuvent se lier aux côtés, aux extrémités des filaments et/ou aux monomères et ont des effets variés. On les distingue généralement en fonction de leurs fonctions principales : nucléateurs, élongateurs, protéines qui favorisent le désassemblage des filaments, les stabilisent, ou encore les protéines qui relient les filaments entre eux ou à d’autres organelles.

Si les ABPs peuvent modifier l’état mécanique des filaments d’actine, des facteurs mécaniques externes peuvent à leur tour affecter l’activité des ABPs. Nous pensons que cette interaction mécano-chimique joue un rôle crucial dans l’assemblage du réseau d’actine dans les cellules.
Pour comprendre comment les ABPs et le contexte mécanique génèrent des réseaux de géométries, de dynamiques et de durées de vie variées, notre équipe concentre ses efforts sur l’observation et la manipulation in vitro de filaments d’actine uniques ou de petits réseaux reconstitués dans des conditions bien contrôlées. La microfluidique est un outil très puissant pour exposer les filaments à différentes solutions de protéines de manière séquentielle et pour exposer les filaments à diverses contraintes mécaniques, ouvrant ainsi de nouvelles voies pour déchiffrer la dynamique de l’assemblage des réseaux d’actine.

À droite, un croquis représente une chambre microfluidique standard avec 3 entrées positionnées au-dessus d’un objectif de microscope. Dans cette chambre, les filaments d’actine sont cultivés à partir d’amorces ancrées à la surface de la chambre expérimentale et s’alignent avec le flux. Des dizaines de filaments d’actine marqués par fluorescence peuvent être suivis en parallèle tout en étant exposés à diverses conditions biochimiques affectant leur dynamique.

Membres

Responsables :

Guillaume ROMET-LEMONNE
Téléphone : +33 (0)157278013
Email : romet (at) ijm.fr

Antoine JEGOU
Téléphone : +33 (0)157278013
Email : antoine.jegou (at) ijm.fr

Membres de l’équipe :

Wendy	AUCHERE	Ingénieure en biologie
Jahnavi	CHIKIREDDY	Postdoctorante
Foad	GHASEMI	Doctorant
Berengere	GUICHARD	Ingénieure en biologie
Cécile	LEDUC	Chercheur
Léana	LENGAGNE	Doctorante
Véronique	PIZON	Chercheur
DucQuang	TRAN	Postdoctorant
Hugo	WIOLAND	Chercheur

Sélection de publications

Wioland, H., Jégou, A., and Romet-Lemonne, G. (2022). Celebrating 20 years of live single-actin-filament studies with five golden rules. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 119, e2109506119.

Wioland, H., Frémont, S., Guichard, B., Echard, A., Jégou, A., and Romet-Lemonne, G. (2021). Actin filament oxidation by MICAL1 suppresses protections from cofilin-induced disassembly. EMBO Rep. 22, e50965.

Cao, L., Yonis, A., Vaghela, M., Barriga, E.H., Chugh, P., Smith, M.B., Maufront, J., Lavoie, G., Méant, A., Ferber, E., et al. (2020). SPIN90 associates with mDia1 and the Arp2/3 complex to regulate cortical actin organization. Nat. Cell Biol. 1–12.

Hakala, M., Wioland, H., Tolonen, M., Kotila, T., Jegou, A., Romet-Lemonne, G., and Lappalainen, P. (2021). Twinfilin uncaps filament barbed ends to promote turnover of lamellipodial actin networks. Nat. Cell Biol. 23, 147–159.

Jégou, A., and Romet-Lemonne, G. (2020). Mechanically tuning actin filaments to modulate the action of actin-binding proteins. Curr. Opin. Cell Biol. 68, 72–80.

Suzuki, E.L., Chikireddy, J., Dmitrieff, S., Guichard, B., Romet-Lemonne, G., and Jégou, A. (2020). Geometrical Constraints Greatly Hinder Formin mDia1 Activity. Nano Lett. 20, 22–32.

Wioland, H., Jegou, A., and Romet-Lemonne, G. (2019). Torsional stress generated by ADF/cofilin on cross-linked actin filaments boosts their severing. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 116, 2595–2602.

Cao, L., Kerleau, M., Suzuki, E.L., Wioland, H., Jouet, S., Guichard, B., Lenz, M., Romet-Lemonne, G., and Jegou, A. (2018). Modulation of formin processivity by profilin and mechanical tension. Elife 7, e34176.

Wioland, H., Guichard, B., Senju, Y., Myram, S., Lappalainen, P., Jégou, A., and Romet-Lemonne, G. (2017). ADF/Cofilin Accelerates Actin Dynamics by Severing Filaments and Promoting Their Depolymerization at Both Ends. Curr. Biol. 27, 1956–1967.e7.

Shekhar, S., Kerleau, M., Kühn, S., Pernier, J., Romet-Lemonne, G., Jégou, A., and Carlier, M.-F. (2015). Formin and capping protein together embrace the actin filament in a ménage à trois. Nat. Commun. 6, 8730.

Jégou, A., Carlier, M.-F., and Romet-Lemonne, G. (2013). Formin mDia1 senses and generates mechanical forces on actin filaments. Nat. Commun. 4, 1883.

Toutes les publications

Depuis 2015:

Cao L., Ghasemi F., Way M., Jégou A., Romet-Lemonne G. (2023). Regulation of branched versus linear Arp2/3 generated actin filaments. The EMBO Journal (2023)e113008 https://doi.org/10.15252/embj.2022113008

Wioland, H., Jégou, A., and Romet-Lemonne, G. (2022). Celebrating 20 years of live single-actin-filament studies with five golden rules. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 119, e2109506119.

Sonam, S., Vigouroux, C., Jégou, A., Romet-Lemonne, G., Le Clainche, C., Ladoux, B., and Mège, R.M. (2021). Direct measurement of near-nano-Newton forces developed by self-organizing actomyosin fibers bound α-catenin. Biol. Cell.

Vignier, N., Chatzifrangkeskou, M., Pinton, L., Wioland, H., Marais, T., Lemaitre, M., Le Dour, C., Peccate, C., Cardoso, D., Schmitt, A., et al. (2021). The non-muscle ADF/cofilin-1 controls sarcomeric actin filament integrity and force production in striated muscle laminopathies. Cell Rep. 36, 109601.

Schmidt, E.J., Funes, S., McKeon, J.E., Morgan, B.R., Boopathy, S., O’Connor, L.C., Bilsel, O., Massi, F., Jégou, A., and Bosco, D.A. (2021). ALS-linked PFN1 variants exhibit loss and gain of functions in the context of formin-induced actin polymerization. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 118.

Fokin, A.I., David, V., Oguievetskaia, K., Derivery, E., Stone, C.E., Cao, L., Rocques, N., Molinie, N., Henriot, V., Aumont-Nicaise, M., et al. (2021). The Arp1/11 minifilament of dynactin primes the endosomal Arp2/3 complex. Sci Adv 7.

Cao, L., Yonis, A., Vaghela, M., Barriga, E.H., Chugh, P., Smith, M.B., Maufront, J., Lavoie, G., Méant, A., Ferber, E., et al. (2020). SPIN90 associates with mDia1 and the Arp2/3 complex to regulate cortical actin organization. Nat. Cell Biol. 1–12.

Wioland, H., Suzuki, E., Cao, L., Romet-Lemonne, G., and Jegou, A. (2020). The advantages of microfluidics to study actin biochemistry and biomechanics. J. Muscle Res. Cell Motil. 41, 175–188.

Bai, J., Wioland, H., Advedissian, T., Cuvelier, F., Romet-Lemonne, G., and Echard, A. (2020). Actin reduction by MsrB2 is a key component of the cytokinetic abscission checkpoint and prevents tetraploidy. Proceedings of the National Academy of Sciences 201911629.

Suzuki, E.L., Chikireddy, J., Dmitrieff, S., Guichard, B., Romet-Lemonne, G., and Jégou, A. (2020). Geometrical Constraints Greatly Hinder Formin mDia1 Activity. Nano Lett. 20, 22–32.

Bareja, I., Wioland, H., Janco, M., Nicovich, P.R., Jégou, A., Romet-Lemonne, G., Walsh, J., and Böcking, T. (2020). Dynamics of Tpm1.8 domains on actin filaments with single molecule resolution. Mol. Biol. Cell mbcE19100586.

Jegou, A., and Romet-Lemonne, G. (2020). The many implications of actin filament helicity. Semin. Cell Dev. Biol.

Jégou, A., and Romet-Lemonne, G. (2020). Mechanically tuning actin filaments to modulate the action of actin-binding proteins. Curr. Opin. Cell Biol. 68, 72–80.

Palenzuela, H., Lacroix, B., Sallé, J., Minami, K., Shima, T., Jegou, A., Romet-Lemonne, G., and Minc, N. (2020a). In Vitro Reconstitution of Dynein Force Exertion in a Bulk Viscous Medium. Curr. Biol.

Kotila, T., Wioland, H., Enkavi, G., Kogan, K., Vattulainen, I., Jégou, A., Romet-Lemonne, G., and Lappalainen, P. (2019). Mechanism of synergistic actin filament pointed end depolymerization by cyclase-associated protein and cofilin. Nat. Commun. 10, 5320.

Wioland, H., Jegou, A., and Romet-Lemonne, G. (2019a). Torsional stress generated by ADF/cofilin on cross-linked actin filaments boosts their severing. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 116, 2595–2602.

Wioland, H., Jegou, A., and Romet-Lemonne, G. (2019b). Quantitative Variations with pH of Actin Depolymerizing Factor/Cofilin’s Multiple Actions on Actin Filaments. Biochemistry 58, 40–47.

Alieva, N.O., Efremov, A.K., Hu, S., Oh, D., Chen, Z., Natarajan, M., Ong, H.T., Jégou, A., Romet-Lemonne, G., Groves, J.T., et al. (2019). Myosin IIA and formin dependent mechanosensitivity of filopodia adhesion. Nat. Commun. 10, 3593.

Cao, L., Kerleau, M., Suzuki, E.L., Wioland, H., Jouet, S., Guichard, B., Lenz, M., Romet-Lemonne, G., and Jegou, A. (2018). Modulation of formin processivity by profilin and mechanical tension. Elife 7, e34176.

Wioland, H., Jegou, A., and Romet-Lemonne, G. (2018a). Quantitative variations of ADF/cofilin’s multiple actions on actin filaments with pH.

Romet-Lemonne, G., Guichard, B., and Jégou, A. (2018). Using Microfluidics Single Filament Assay to Study Formin Control of Actin Assembly. Methods Mol. Biol. 1805, 75–92.

Frémont, S., Hammich, H., Bai, J., Wioland, H., Klinkert, K., Rocancourt, M., Kikuti, C., Stroebel, D., Romet-Lemonne, G., Pylypenko, O., et al. (2017a). Oxidation of F-actin controls the terminal steps of cytokinesis. Nat. Commun. 8, 14528.

Frémont, S., Romet-Lemonne, G., Houdusse, A., and Echard, A. (2017b). Emerging roles of MICAL family proteins–from actin oxidation to membrane trafficking during cytokinesis. J. Cell Sci.

Wioland, H., Guichard, B., Senju, Y., Myram, S., Lappalainen, P., Jégou, A., and Romet-Lemonne, G. (2017). ADF/Cofilin Accelerates Actin Dynamics by Severing Filaments and Promoting Their Depolymerization at Both Ends. Curr. Biol. 27, 1956–1967.e7.

Kerleau, M., Cao, L., Suzuki, E., Wioland, H., Jouet, S., Guichard, B., Lenz, M., Romet-Lemonne, G., and Jegou, A. (2017). Modulation of formin processivity by profilin and mechanical tension.

Jégou, A., and Romet-Lemonne, G. (2016). Single Filaments to Reveal the Multiple Flavors of Actin. Biophys. J. 110, 2138–2146.

Shekhar, S., Kerleau, M., Kühn, S., Pernier, J., Romet-Lemonne, G., Jégou, A., and Carlier, M.-F. (2015). Formin and capping protein together embrace the actin filament in a ménage à trois. Nat. Commun. 6, 8730.

Thèses

Foad GHASEMI : 2020-2023.

Léana LENGAGNE : 2021-2024

Jiu XIAO : 2021-2024

Collaborations

A l’Institut Jacques Monod
- The Nicolas Minc Lab
- The Julien Dumont lab
- The Ladoux-Mège lab
En France
- Arnaud Echard (Institut Pasteur, Paris, France)
- Anne Houdusse (Institut Curie, Paris, France)
- Aurélie Bertin (Institut Curie, Paris, France)
- Terence Strick (IBENS, Paris, France)
- Alexis Gautreau (Ecole Polytechnique, Palaiseau, France)
- Olivia du Roure and Julien Heuvingh (ESPCI, Paris, France)
- Martin Lenz (LPTMS, Orsay, France)
- Christophe Le Clainche (I2BC, Gif/Yvette, France)
A l’étranger
- Ewa Paluch (Univ. of Cambridge, UK)
- Guillaume Charras (UCL, London, UK)
- Philippe Roux ( Univ. of Montreal, Canada)
- Pekka Lappalainen (Univ. of Helsinki, Finland)
- Daryl Bosco (Univ. Massachusetts Medical School, USA)
- Till Boecking (Univ. New South Wales, Sydney, Australia)