Domaines chromatiniens et réplication

MARIE-NOËLLE PRIOLEAU

Au cours du développement, des domaines chromosomiques d’expression se structurent alors que les cellules se divisent activement. Avant chaque division, les cellules doivent copier leur génome le plus fidèlement possible sous peine de mort cellulaire ou d’instabilité génique conduisant à l’établissement de cellules cancéreuses. Ce processus se nomme la réplication de l’ADN et démarre en de multiples sites spécifiques (~100 000 chez l’homme), appelés origines de réplication. Un programme spatio-temporel contrôle le positionnement et le moment d’activation des origines de réplication au cours de la phase S du cycle cellulaire. Le but de l’équipe est d’identifier les mécanismes moléculaires qui mettent en place ce programme. Plus récemment nous cherchons également à comprendre comment deux mécanismes fondamentaux, la transcription et la réplication, agissent sur la même molécule simultanément de façon la plus harmonieuse possible. En effet, il est maintenant clairement établi que des conflits entre ces deux machineries peuvent être source d’instabilité génique.

Mots-clés : Réplication de l’ADN, G-quadruplex, Chromatine, Sites Fragiles communs, Organoïde cérébral.

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Afin d’avoir une vision générale de la réplication du génome humain, nous développons des analyses à haut débit visant à cartographier les origines de réplication ainsi que leur moment d’activation (Figure 1).

 

Figure 1. Caractéristiques des domaines de réplication précoce et tardive

Visualisation sur le navigateur UCSC d’une région génomique de 3Mb du chromosome 1 du poulet. Les données ont été obtenues dans la lignée cellulaire aviaire DT40. Les profils d’enrichissement en brins naissants (NS) dans les quatre fractions de la phase S, de précoce à tardive, sont présentés séparément (S1 à S4). Les régions enrichies en NS et appauvries pour chaque fraction sont indiquées en rouge et en bleu, respectivement. Ces données indiquent le programme temporel de réplication. Les profils d’ARN naissants et de SNS (petits brins naissants marquant les origines de réplication, programme spatial de réplication) purifiés à partir de cellules asynchrones sont montrés.  Entre ces données sont indiqués les gènes annotés (gènes RefSeq) et les îlots CpG. Enfin, le contenu en GC (pourcentage GC) est indiqué en bas de la figure.

 

Une collaboration avec des statisticiens et bio-informaticiens nous a permis d’établir des liens entre ces cartes et des données génomiques sur la structure de la chromatine et l’expression des gènes. Nous utilisons également un modèle cellulaire aviaire (la lignée DT40) qui a la propriété unique d’effectuer très efficacement la recombinaison homologue. Ce modèle génétique puissant nous permet de tester très efficacement différentes hypothèses extraites des analyses génomiques. Nous avons pu ainsi montrer que les G-quadruplex jouaient un rôle clé dans le déclenchement des origines de réplication. Nous venons d’identifier un motif complexe que l’on retrouve dans la moitié des origines fortes chez l’humain, la souris et le poulet. Les projets futurs s’attacheront à comprendre comment ce motif assure le recrutement efficace de la machinerie de réplication.

Dans un deuxième axe de recherche, nous analysons comment le signal origine porté par ce motif complexe interagit avec le processus de transcription qui s’opère sur le même substrat, l’ADN. Ces analyses nous permettront de tester une hypothèse largement étayée selon laquelle la transcription est capable de déplacer les points de départ de la réplication et ainsi de favoriser de manière générale l’initiation de la réplication dans les régions intergéniques. Les sites fragiles communs (SFC) sont des sites récurrents de réarrangements chromosomiques dans les cancers et certaines pathologies neurologiques. Ils se trouvent au sein de grands gènes (> 300 kb) transcrits et répliqués en fin de phase S. Une hypothèse concernant leur formation est que la pauvreté en événements d’initiation de la réplication, le long de ces gènes, entrainerait une réplication incomplète de ces régions avant la mitose. La transcription enlèverait les complexes de pré-réplication fixés dans le corps de ces gènes induisant ainsi une déplétion en origines de réplication. Nous cherchons à tester la capacité de l’ARN polymérase II à déplacer les complexes de pré-réplication en insérant un promoteur fort ou inductible en amont d’une origine modèle minimale très efficace dépourvue d’activité transcriptionnelle. Ce projet permettra d’explorer une hypothèse importante sur la formation des SFC. Sur le plus long terme, nous testerons l’hypothèse selon laquelle les sites récurrents de cassures observés durant la prolifération de précurseurs neuronaux ont les propriétés caractéristiques des SFC. Pour cela nous utiliserons comme système modèle des organoïdes cérébraux humains.

La compréhension du mode de duplication des génomes eucaryotes est essentielle. En effet, la réplication assure non seulement le maintien de l’intégrité des génomes, mais également coordonne la mise en place de programmes d’expression au cours du développement.

Responsable :

Marie-Noëlle PRIOLEAU
Téléphone : +33 (0)157278102
Email : marie-noelle.prioleau(at)ijm.fr

 

Membres de l’équipe :

Caroline BROSSAS Ingénieure en biologie
Juliette MANDELBROJT Doctorante

1) Clustering of strong replicators associated with active promoters is sufficient to establish an early-replicating domain. Brossas C, Valton AL, Venev SV, Chilaka S, Counillon A, Laurent M, Goncalves C, Duriez B, Picard F, Dekker J, Prioleau MN. EMBO J. 2020 Nov 2;39(21):e99520. doi: 10.15252/embj.201899520. Epub 2020 Sep 16. PMID: 32935369

2) Replication dynamics of individual loci in single living cells reveal changes in the degree of replication stochasticity through S phase. Duriez B, Chilaka S, Bercher JF, Hercul E, Prioleau MN. Nucleic Acids Res. 2019 Jun 4;47(10):5155-5169. doi: 10.1093/nar/gkz220. PMID: 30926993

3) Evolution of replication origins in vertebrate genomes: rapid turnover despite selective constraints. Massip F, Laurent M, Brossas C, Fernández-Justel JM, Gómez M, Prioleau MN, Duret L, Picard F. Nucleic Acids Res. 2019 Jun 4;47(10):5114-5125. doi: 10.1093/nar/gkz182. PMID: 30916335

4) Transcription-dependent regulation of replication dynamics modulates genome stability. Blin M, Le Tallec B, Nähse V, Schmidt M, Brossas C, Millot GA, Prioleau MN, Debatisse M. Nat Struct Mol Biol. 2019 Jan;26(1):58-66. doi: 10.1038/s41594-018-0170-1. Epub 2018 Dec 31. PMID: 30598553

5) The spatiotemporal program of DNA replication is associated with specific combinations of chromatin marks in human cells. Picard F, Cadoret JC, Audit B, Arneodo A, Alberti A, Battail C, Duret L, Prioleau MN. PLoS Genet. 2014 May 1;10(5):e1004282. doi: 10.1371/journal.pgen.1004282. eCollection 2014 May. PMID: 24785686

6) G4 motifs affect origin positioning and efficiency in two vertebrate replicators. Valton AL, Hassan-Zadeh V, Lema I, Boggetto N, Alberti P, Saintomé C, Riou JF, Prioleau MN. EMBO J. 2014 Apr 1;33(7):732-46. doi: 10.1002/embj.201387506. Epub 2014 Feb 12. PMID: 24521668

7) USF binding sequences from the HS4 insulator element impose early replication timing on a vertebrate replicator. Hassan-Zadeh V, Chilaka S, Cadoret JC, Ma MK, Boggetto N, West AG, Prioleau MN. PLoS Biol. 2012;10(3):e1001277. doi: 10.1371/journal.pbio.1001277. Epub 2012 Mar 6. PMID: 22412349

8) Genome-wide studies highlight indirect links between human replication origins and gene regulation. Cadoret JC, Meisch F, Hassan-Zadeh V, Luyten I, Guillet C, Duret L, Quesneville H, Prioleau MN. Proc Natl Acad Sci U S A. 2008 Oct 14;105(41):15837-42. doi: 10.1073/pnas.0805208105. Epub 2008 Oct 6. PMID: 18838675

9) Broadening of DNA replication origin usage during metazoan cell differentiation. Dazy S, Gandrillon O, Hyrien O, Prioleau MN. EMBO Rep. 2006 Aug;7(8):806-11. doi: 10.1038/sj.embor.7400736. Epub 2006 Jun 16. PMID: 16799461

10) Replication of the chicken beta-globin locus: early-firing origins at the 5′ HS4 insulator and the rho- and betaA-globin genes show opposite epigenetic modifications. Prioleau MN, Gendron MC, Hyrien O. Mol Cell Biol. 2003 May;23(10):3536-49. doi: 10.1128/MCB.23.10.3536-3549.2003. PMID: 12724412

Depuis 2015 :

  • Promoters are key organizers of the duplication of vertebrate genomes. Brossas C, Duriez B, Valton AL, Prioleau MN. Bioessays. 2021 Oct;43(10):e2100141. doi: 10.1002/bies.202100141. Epub 2021 Jul 28. PMID: 34319621 Review.
  • Clustering of strong replicators associated with active promoters is sufficient to establish an early-replicating domain. Brossas C, Valton AL, Venev SV, Chilaka S, Counillon A, Laurent M, Goncalves C, Duriez B, Picard F, Dekker J, Prioleau MN. EMBO J. 2020 Nov 2;39(21):e99520. doi: 10.15252/embj.201899520. Epub 2020 Sep 16. PMID: 32935369 Free PMC article.
  • Des mécanismes moléculaires aux applications cliniques. L’essentiel du Colloque Réplication-Réparation-Recombinaison 2019. Lambert S, Borde V, Charbonnier JB, Dantzer F, Espéli O, Guirouilh-Barbat J, Llorente B, Legube G, Prioleau MN, Radicella P. Bull Cancer. 2020 Feb;107(2):283-287. doi: 10.1016/j.bulcan.2020.01.003. Epub 2020 Jan 31. PMID: 32014246 French. No abstract available.
  • Replication dynamics of individual loci in single living cells reveal changes in the degree of replication stochasticity through S phase. Duriez B, Chilaka S, Bercher JF, Hercul E, Prioleau MN. Nucleic Acids Res. 2019 Jun 4;47(10):5155-5169. doi: 10.1093/nar/gkz220. PMID: 30926993 Free PMC article.
  • Evolution of replication origins in vertebrate genomes: rapid turnover despite selective constraints. Massip F, Laurent M, Brossas C, Fernández-Justel JM, Gómez M, Prioleau MN, Duret L, Picard F. Nucleic Acids Res. 2019 Jun 4;47(10):5114-5125. doi: 10.1093/nar/gkz182. PMID: 30916335 Free PMC article.
  • Transcription-dependent regulation of replication dynamics modulates genome stability. Blin M, Le Tallec B, Nähse V, Schmidt M, Brossas C, Millot GA, Prioleau MN, Debatisse M. Nat Struct Mol Biol. 2019 Jan;26(1):58-66. doi: 10.1038/s41594-018-0170-1. Epub 2018 Dec 31. PMID: 30598553
  • G-Quadruplexes and DNA Replication Origins. Prioleau MN. Adv Exp Med Biol. 2017;1042:273-286. doi: 10.1007/978-981-10-6955-0_13. PMID: 29357063 Review.
  • [G-quadruplex: key controllers of human genome duplication]. Poulet-Benedetti J, Valton AL, Prioleau MN. Med Sci (Paris). 2017 Dec;33(12):1063-1070. doi: 10.1051/medsci/20173312013. Epub 2017 Dec 20. PMID: 29261494 Free article. Review. French.
  • G-Quadruplexes in DNA Replication: A Problem or a Necessity? Valton AL, Prioleau MN. Trends Genet. 2016 Nov;32(11):697-706. doi: 10.1016/j.tig.2016.09.004. Epub 2016 Sep 20. PMID: 27663528 Review.
  • DNA replication origins-where do we begin? Prioleau MN, MacAlpine DM. Genes Dev. 2016 Aug 1;30(15):1683-97. doi: 10.1101/gad.285114.116. PMID: 27542827 Free PMC article. Review.

« Rôle de l’insulateur 5’HS4 du poulet dans la régulation de la réplication » soutenue en Juin 2009 par Vahideh Hassan-Zadeh.

– « Mécanismes moléculaires de l’initiation de la réplication » soutenue en Décembre 2010 par Françoise Meisch.

– « Identification de séquences cis-nucléiques nécessaires à l’initiation de la réplication chez les vertébrés » soutenue en Juin 2014 par Anne-Laure Valton.

– « Construction d’un domaine synthétique de réplication précoce et impact sur la structure chromatinienne et la permissivité transcriptionnelle » soutenue en Septembre 2015 par Caroline Tonnerre-Doncarli Brossas.

– « Mécanismes moléculaires impliqués dans la régulation du moment de déclenchement des origines de réplication » soutenue en Novembre 2016 par Antonin Counillon.

– « Rôle des G-quadruplexes dans la spécification des origines de réplication chez les vertébrés » soutenue en Septembre 2016 par Marc Laurent.

– « Etude moléculaire des éléments cis-régulateurs et de l’organisation de la chromatine des origines de réplication » soutenue en Septembre 2020 par Jérémy Poulet-Benedetti.

Nationales :

– Imagerie cellulaire et cytométrie en flux : Plateforme Imago-Seine, Institut Jacques Monod

– Organoïdes corticaux : Plateforme enSCORE, Labex Who am I ?

– Bio-informatique et bio-statistique : LBBE, UCB Lyon 1 (Laurent Duret) et ENS de Lyon (Franck Picard)

– G-quadruplex : Inserm U565, CNRS UMR 7196, MNHN, Paris, France (Patrizia Alberti, Carole Saintomé et Jean-François Riou)

– Sites Fragiles Communs : : Institut Gustave Roussy, Villejuif (Michelle Debatisse et Stéphane Koundrioukoff)

 

Internationales :

– Organisation tri-dimensionnelle du noyau : University of Massachusetts Medical School, Worcester, Etats-Unis (Anne-Laure Valton et Job Dekker)

– Rôle des G4s dans le positionnement des nucléosomes : Fox Chase Cancer center, Philadelphie, Etats-Unis et Moscow State University, Moscow, Russie (Vasily Studitsky).