Complexes macromoléculaires en cellules vivantes

La forme de la cellule est couplée à  sa spécialisation fonctionnelle et est régulée de façon dynamique en fonction de l'activité cellulaire et de signaux environnementaux. L'implication de la matrice extracellulaire est essentielle dans la régulation du comportement, de la polarité et du destin cellulaire, grâce notamment à  une de ses propriétés mécaniques, sa rigidité. Cette  rigidité a une fonction importante dans les évènements subcellulaires en aval de l'activation des récepteurs intégrines, tels que la réorganisation dynamique du cytosquelette. En retour, des forces internes sont générées par le comportement dynamique du cytosquelette (actine et microtubules) et les moteurs moléculaires, processus qui soutiennent les changements de forme en relation avec la localisation des activités moléculaires. De la même façon que la cellule « sent » un gradient chimique, elle peut « sentir » un gradient mécanique (durotaxis).

Nous essayons d'apporter une réponse à  2 questions fondamentales : (1) Quelles sont les relations entre les propriétés physiques (amplitude, gradients, géométrie) des tensions mécaniques extracellulaires et la réponse de la cellule en termes de la réorganisation du cytosquelette et de la mise en place de gradients d'activités biochimiques, et (2) quels sont les mécanismes moléculaires et physiques qui sont impliqués dans la balance dynamique de la régionalisation des processus moléculaires à  la base de l'asymétrie cellulaire ?

Nos intérêts actuels reposent ainsi sur l'utilisation de méthodes de mesure d'interactions entre macromolécules par des techniques de microscopie de fluorescence combinées à  la nanomanipulation de cellules individuelles en vue de déterminer le rôle des propriétés mécaniques de la matrice extracellulaire sur le comportement dynamique des complexes subcellulaires et des changements de forme associés.

La dynamique de l'actine et la polymérisation des microtubules peuvent être suivies simultanément dans une cellule neuronale en cours de polarisation.
Photo Isabelle Vallois et Christiane Durieux.
Actine en rouge (mcherry-actine) et protéine EB1 (GFP-EB1) (bout des microtubules) en vert. (Nous remercions R. Tsien pour le plasmide mcherry et B. Geiger pour le plasmide GFP-EB1)

 

Sélection de publications

Live-Cell Imaging Reveals Multiple Interactions between Epstein-Barr Virus Nuclear Antigen 1 and Cellular Chromatin during Interphase and Mitosis.
Jourdan N, Jobart-Malfait A, Dos Reis G, Quignon F, Piolot T, Klein C, Tramier M, Coppey-Moisan M, Marechal V.
J Virol. 2012 May;86(9):5314-29. Epub 2012 Feb 15.
Abstract

Dual-color fluorescence lifetime correlation spectroscopy to quantify protein-protein interactions in live cell.
Padilla-Parra S, Audugé N, Coppey-Moisan M, Tramier M.
Microsc Res Tech. 2011 Aug;74(8):788-93. Epub 2011 May 26.
Abstract

Spatiotemporal analysis of cell response to a rigidity gradient: a quantitative study using multiple optical tweezers.
Allioux-Guérin M, Icard-Arcizet D, Durieux C, Hénon S, Gallet F, Mevel JC, Masse MJ, Tramier M, Coppey-Moisan M.
Biophys J. 2009 Jan;96(1):238-47.
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Dynamic interaction of amphiphysin with N-WASP regulates actin assembly.
Yamada H, Padilla-Parra S, Park SJ, Itoh T, Chaineau M, Monaldi I, Cremona O, Benfenati F, De Camilli P, Coppey-Moisan M, Tramier M, Galli T, Takei K.
J Biol Chem. 2009 Dec 4;284(49):34244-56. Epub 2009 Sep 16.
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Quantitative FRET analysis by fast acquisition time domain FLIM at high spatial resolution in living cells.
Padilla-Parra S, Audugé N, Coppey-Moisan M, Tramier M.
Biophys J. 2008 Sep 15;95(6):2976-88. Epub 2008 Jun 6.
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Dernière modification 23/04/2012

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